Metoda podawania predegenerowanych komórek Schwanna do płynu mózgowo-rdzeniowego w urazach rdzenia kręgowego u szczurów

• Authors: Joanna Smętek , Ryszard Sordyl

Title variants

EN

Method of administration of the pre-degenerated Schwann cells to the cerebrospinal fl uid in rats’ spinal cord injury

• Languages of publication: PL

Abstracts

PL

WSTĘP Uszkodzenie rdzenia kręgowego jest jedną z głównych przyczyn niepełnosprawności, która dotyka młode, zdrowe osoby. Mimo postępu różnych metod leczenia, nadal w niewielu przypadkach udaje się przywrócić pełną sprawność chorym. W związku z tym, ciągle poszukuje się nowych metod wspomagających regenerację uszkodzonych włókien nerwowych. Istotną rolę wspomagającą tę odnowę przypisuje się komórkom Schwanna. Celem naszego badania było opracowanie metody hodowli aktywowanych komórek Schwanna oraz ich wszczepiania do uszkodzonego rdzenia kręgowego szczurów. MATERIAŁ I METODY Komórki Schwanna pozyskane z predegenerowanych in vivo nerwów kulszowych szczurów były namnażane w podłożu o specjalnie opracowanym, autorskim składzie. Następnie uszkadzano punktowo rdzeń kręgowy (Th12) i po 24 godzinach podawano do zbiornika wielkiego (podpotylicznego) ok. 3 x 105 komórek transfekowanych białkiem GFP. Iniekcje komórek powtórzono po 7 i 14 dniach. Po 12 tygodniach od uszkodzenia, pobierano rdzenie i poddawano je obróbce histologicznej. Przy użyciu mikroskopu konfokalnego oceniano przeżywalność oraz ekspansję wszczepionych komórek. WYNIKI Udowodniono po raz pierwszy, iż komórki Schwanna można podawać w sposób bezpieczny do zbiornika wielkiego. Komórki Schwanna z predegenerowanych nerwów obwodowych przeżywają w uszkodzonym rdzeniu kręgowym oraz migrują do miejsca uszkodzenia. WNIOSKI Komórki Schwanna pozyskiwane z predegenerowanych in vivo szczurzych nerwów kulszowych mogą być bezpiecznie podawane do zbiornika wielkiego drogą nakłucia podpotylicznego. Wszczepione komórki mają zdolność nie tylko do przeżywania w PMR, ale mogą swobodnie migrować, szczególnie w miejsce uszkodzenia rdzenia kręgowego.

EN

INTRODUC T ION The spinal cord injury (SCI) is one of the major causes of disability, which generally strikes down young and healthy people. Despite the progress in the treatment of SCI, a complete recovery is still found in very few cases. Therefore, new methods of stimulation of regeneration of injured nerve fi bers are under intensive investigation. Schwann cells are considered to be one of crucial stimulators of regeneration. The aim of our study was to elaborate the method of activated Schwann cells culturing as well as their grafting into the injured rat spinal cord. MATERIAL AND METHODS Schwann cells obtained from in vivo pre-degenerated rat sciatic nerves were cultured in originally prepared medium. Then, rat’s spinal cord was focally injured and after 24 hours about 3 x 105 GFP-transfected cells were grafted into the cisterna magna. The injections were repeated 7 and 14 days later. Twelve weeks after the injury, spinal cords were collected and subjected to histological procedures. The survival rate and expansion of grafted cells were evaluated by means of the confocal microscope. RESULTS It was proved for the fi rst time, that Schwann cells could be administered safely into the cisterna magna. The cells obtained from pre-degenerated peripheral nerves survive in injured spinal cord and have ability to migration into the site of injury and integration with the injured spinal cord. CONC LUS IONS Schwann cells obtained from in vivo predegenerated rats’ sciatic nerves could be safely administered into the cerebromedullary cistern. Grafted cells are able to survive as well as to migrate freely in the CSF, especially towards the injury area.

Keywords

EN

Schwann cells; cell transplantation; cerebrospinal fl uid; komórki Schwanna; płyn mózgowo-rdzeniowy; spinal cord injury; transplantacja komórek; uszkodzenie rdzenia kręgowego

Discipline

• MEDICINE: MEDICINE

• Publisher: Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach
• Journal: Annales Academiae Medicae Silesiensis
• Year: 2012
• Volume: 66
• Issue: 1
• Pages: 35–42

Contributors

author

Joanna Smętek

• Koło STN przy Katedrze i Zakładzie Fizjologii Śląskiego Uniwersytetu Medycznego w Katowicach

author

Ryszard Sordyl

• Koło STN przy Katedrze i Zakładzie Fizjologii Śląskiego Uniwersytetu Medycznego w Katowicach ul. Medyków 18 40-752 Katowice tel. [phone]

References

• 1. Martin D., Robe P., Franzen R. i wsp. Effects of Schwann Cell Contusion Model of Rat Transplantation in a Spinal Cord Injury. J. Neurosci. Res. 1996; 45: 58–597.
• 2. Akiyama Y., Honmou O., Kato T., Uede T., Hashi K., Kocsis J.D. Transplantation of clonal neural precursor cells derived from adult human brain establishes functional peripheral myelin in the rat spinal cord. Exp. Neurol. 2001; 167: 27–39.
• 3. Gage F.H., Coates P.W., Palmer T.D. i wsp. Survival and diff erentiation of adult neuronal progenitor cells transplanted to the adult brain. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1995; 92: 11879–11883.
• 4. Reynolds B.A., Tetzlaff W., Weiss S. A multipotent EGF-responsive striatal embryonic progenitor cell produces neurons and astrocytes. J. Neurosci. 1992; 12: 4565–4574.
• 5. Di Prospero N.A., Zhou X.R., Meiners S., McAuliff e W.G., Ho S.Y., Geller H.M., Suramin disrupts the gliotic response following a stab wound injury to the adult rat brain. J. Neurocytol. 1998; 27: 491–506.
• 6. Takami T., Oudega M., Bates M.L., Wood P.M., Kleitman N., Bunge M.B. Schwann cell but not olfactory ensheathing glia transplants improve hindlimb locomotor performance in the moderately contused adult rat thoracic spinal cord. J. Neurosci. 2002; 22: 6670–6681.
• 7. Xu X.M., Zhang S.X., Li H., Aebischer P., Bunge M. B. Regrowth of axons into the distal spinal cord through a Schwanncell- seeded mini-channel implanted into hemisected adult rat spinal cord. Eur. J. Neurosci. 1999; 11: 1723–1740.
• 8. Hsu J.Y., Xu X.M. Early Profi les of Axonal Growth and Astroglial Response After Spinal Cord Hemisection and Implantation of Schwann Cell-Seeded Guidance Channels in Adult Rats. J. Neurosci. Res. 2005; 82: 472–483.
• 9. Wu S., Suzuki Y., Kitada M. i wsp. New method for transplantation of neurosphere cells into injured spinal cord through cerebrospinal fl uid in rat. Neurosci. Lett. 2002; 318: 81–84.
• 10. Morita E., Watanabe Y., Ishimoto M. i wsp. A novel cell transplantation protocol and its application to an ALS mouse model. Exp. Neurol. 2008; 213: 431–438.
• 11. Ohta M., Suzuki Y., Noda T. i wsp. Bone marrow stromal cells infused into the cerebrospinal fl uid promote functional recovery of the injured rat spinal cord with reduced cavity formation. Exp. Neurol. 2004; 187: 266–278.
• 12. Wu S., Suzuki Y., Noda T. i wsp. Immunohistochemical and Electron Microscopic Study of Invasion and Diff erentiation in Spinal Cord Lesion of Neural Stem Cells Grafted Through Cerebrospinal Fluid in Rat. J. Neurosci. Res. 2002; 69: 940–945.
• 13. Firouzi M., Moshayedi P., Saberi H. i wsp. Transplantation of Schwann cells to subarachnoid space induces repair in contused rat spinal cord. Neurosci. Lett. 2006; 402; 66–70.
• 14. Mannisto P.T., Tornwall M., Tuomainen P., Borisenko S.A., Tuominen R.K. Eff ect of nitecapone and clorgyline, given intracerebro- ventricularly on l-dopa metabolism in the rat brain. Neuroreport 1992; 3: 641–644.
• 15. Araujo D.M., Hilt D.C. Glial cell line- -derived neurotrophic factor attenuates the excitotoxin-induced behavioral and neurochemical defi cits in a rodent model of Huntington’s disease. Neuroscience 1997; 81: 1099–1110.
• 16. Solomon R.A., Antunes J.L., Chen R.Y.Z. i wsp. Decrease in cerebral blood fl ow in rats after experimental subarachnoid hemorrhage: a new animal model. Stroke 1985; 16(1): 58–64.
• 17. Jędrzejowska-Szypułka H., Straszak G., Larysz-Brysz M. i wsp. Interleukin-1􀈕 Plays a Role in the Activation of Peripheral Leukocytes after Blood-Brain Barrier Rupture in the Course of Subarachnoid Hemorrhage. Curr. Neurovasc. Res. 2010; 7: 39–48.
• 18. Hao R., Norgren R.B., Lau Y.S. and Pfeiff er R.F. Cerebrospinal fl uid of Parkinson’s disease patients inhibits the growth and function of dopaminergic neurons in culture. Neurology 1995; 45: 138–142.

• Document Type: article