Adaptacje owadów (chironomidae) do anoksji i hypoksji

• Authors: Maria Grzybkowska

Title variants

EN

Insect adaptations (Chironomidae) to anoxia and hypoxia.

• Languages of publication: PL EN

Abstracts

PL

Owadom, zarówno tym lądowym jak i wodnym, w dłuższym lub krótszym przedziale czasowym, może brakować tlenu. Do środowisk o okresowo pojawiających się niskich stężeniach lub brakach tlenu należą ekosystemy wodne, zamarzające woda i gleba, tereny wysokogórskie oraz siedliska takie jak przewód pokarmowy, zwłaszcza kopytnych, odchody, padlina, butwiejące drewno czy ziarno (magazyny zbożowe). Na powtarzające się z różną częstotliwością deficyty tlenu, czy to w wyniku nadmiernego obniżenia jego stężenia (hypoksja) lub całkowitego braku (anoksja) owady reagują w rozmaity sposób: poprzez zmianę fizjologii (przejście z metabolizmu aerobowego na anaerobowy), behawioru lub/i morfologii (zwiększenie objętości systemu tchawkowego). W tym artykule zwrócono również uwagę na adaptacje dwu licznych w ekosystemach słodkowodnych grup muchówek: Chironomidae i Chaoboridae (Diptera). Larwy wielu gatunków Chironomidae charakteryzuje wysoka zawartość hemoglobin (magazynują tlen); z powodu wysokiej koncentracji tego związku nazywane są bloodworms. Gdy ilość tlenu drastycznie spada larwy przestawiają metabolizm z aerobowego na anaerobowy, a końcowym produktem przemian glikogenu jest etanol. Alkohol ten pozwala osiągać wysoki poziom ATP podczas anoksji. W przeciwieństwie do z reguły bentosowych Chironomidae, które z niedostateczną ilością tlenu mogą się zmagać przez krótszy lub dłuższy czas, larwy wodzieni (Chaoboridae) żyją naprzemiennie w środowisku pozbawionym tlenu i dobrze natlenionym. W ciągu dnia, w stanie anoksybiozy, spoczywają przy dnie odtlenionego hipolimnionu jezior czy zbiorników zaporowych, a nocą migrują ku powierzchni dobrze natlenionej wody epilimnionu, gdzie intensywnie oddychają i żerują na zooplanktonie. Te ich pionowe wędrówki zdeterminowane są unikaniem drapieżników (ryb), które przy lokalizacji ofiar posługują się wzrokiem. Wodzienie nie magazynują glikogenu, ale jabłczan i właśnie ten związek zużywają podczas pierwszego okresu anoksji. Końcowym produktem metabolizmu jabłczanu jest początkowo bursztynian, a później alanina. Nocą w powierzchniowej warstwie wody, następuje faza wzmożonego tempa oddychania i końcowe produkty przemiany materii ulegają rozkładowi.

EN

Insects show remarkable adaptations to life in terrestrial or aquatic habitats with periodically lower (hypoxia) or absent oxygen contents (anoxia). To these kind of habitats belong aquatic systems, ice encasement, high altitudes, and microhabitats such as mammalian alimentary tracts, carrion, dung, wood and grains. In these environments many insect taxa may exhibit one or two of the main patterns of adaptations: the ability to switch from aerobic to anaerobic metabolism, to alter behavior or to enlarge tracheal system volumes. In this review special attention was paid to physiology of two common freshwater dipteran families: Chironomidae and Chaoboridae, with different modes of life. Many species of chironomid larvae (known as bloodworms) possess hemoglobin, which store oxygen. When hemoglobin oxygen is depleted chironomid larvae rely on alcoholic fermentation (from glycogen) for anaerobic energy production. Thanks to ethanol larvae are able to maintain high level of ATP during anoxic exposure. In contrast to the permanently benthic chironomids chaoborid larvae exhibit daily migration. During daylight Chaoborus larvae rest in anoxic mud (anaerobiosis) and at this time rely on malate fermentation with principal end products, succinate, while at night they move into normoxic surface water to feed on zooplankton and to restore the high concentration of malate.

• Journal: Kosmos
• Year: 2011
• Volume: 60
• Issue: 1-2
• Pages: 53-60

Dates

published

2011

Contributors

author

Maria Grzybkowska

• Katedra Ekologii i Zoologii Kręgowców, Uniwersytet Łódzki,, Banacha 12/16, 90-237 Łódź, Polska

References

• Ali A., Frouz J., Lobinske R. J., 2002. Spatio-temporal effects of selected physico-chemical variables of water, algae and sediment chemistry on the larval community of nuisance Chironomidae (Diptera) in a natural and man-made lake in central Florida. Hydrobiologia 470, 181-193.
• Armitage P. D., Cranston P. S., Pinder L. C. V. (red.), 1995. The Chironomidae. The biology and ecology of non-biting midges. Chapman & Hall, London.
• Benke A. C., Wallace J. B., Harrison J. W., Koebel J. W., 2001. Food web quantification using secondary production analysis: predaceous invertebrates of the snag habitat in a subtropical river. Freshwat. Biol. 46, 329-346.
• Berg M. B., 1995. Larval food and feeding behaviour. [W:] The Chironomidae. The biology and ecology of non-biting midges. Armitage P., Cranston P. S., Pinder L. C. V. (red.). Chapman & Hall, London, 136-168.
• Berg M. B., Hellenthal R. A., 1991. Secondary production of Chironomidae (Diptera) in a north temperate stream. Freshwat. Biol. 25, 497-505.
• Brodersen K. P. Pedersen O., Lindegaard C., Hamburger K., 2004. Chironomids (Diptera) and oxy-regulatory capacity: An experimental approach to paleolimnological interpretation. Limnol. Oceanogr. 49, 1549-1559.
• Daly H. V., Doyen J. T., Percell III A. H., 1998. Introduction to insect biology and diversity. Oxford University Press, New York.
• Danks H. V., 1996. The wider immigration of studies on insect cold-hardiness. Eur. J. Entomol., 93, 383-403.
• Danks H. V., 1999. Life cycles in polar arthropods - flexible or programmed? Eur. J. Entomol. 96, 83-102.
• Danks H. V., 2004a. Seasonal adaptations in arctic insects. Integr. Comp. Biol. 44, 85-94.
• Danks H. V., 2004b. The role of insect cocoons in cold condidions. Eur. J. Entomol. 101, 433-437.
• Danks H. V., Kukal O., Ring R. A., 1994. Insect cold-hardiness: insights from the Arctic. Arctic 47, 391-404.
• Delettre Y. R., 1988. Chironomid wing length, dispersal ability and habitat predictability. Holarct. Ecol. 11, 166-170.
• Donahaye E., 1990. Laboratory selection of resistance by the red flour beetle Tribolium castaneum (Herbst), to an atmosphere of low oxygen concentration. Phytoparasitica 18, 189-202.
• Dukowska M., Michałowicz J., Grzybkowska M., 2011. Metal accumulation in sediments and insect larvae in weakly polluted small lowland river. Environ. Monit. Assess, w druku.
• Englishe H., Opalka D., Zebe E., 1982. The anaerobic metabolizm of larvae of the midge Chaoborus crystallinus. Insect Biochem. 12, 149-155.
• Głowacki Ł., Grzybkowska M., Dukowska M., Penczak T., 2011. Effects of damming a large lowland river on chironomids and fish assessed with (multiplicative partitioning of) true/Hill biodiversity measures. River Res. Applic. DOI: 10.1002/rra.1380
• Grzybkowska M., 1994. Impact of human-induced flow perturbation on the chironomid communities in the first order stream section of the Bzura River (Central Poland) [W:] Chironomids - from genes to ecosystems. Cranston P. (red.). CSIRO Publications, Victoria, Australia, 247-253.
• Grzybkowska M., 2006. Jak przetrwać w skrajnie trudnych warunkach? Adaptacje ochotek. Kosmos 55, 197-207.
• Grzybkowska M., Przybylski M., 1999. Muchówki ochotkowate (Chironomidae, Diptera) w pokarmie bezkręgowców i kręgowców. Jak nie dać się zjeść będąc głównym daniem. Kosmos 48, 1-8.
• Grzybkowska M., Dukowska M., 2002. Communities of Chironomidae (Diptera) above and below a reservoir on a lowland river: long-term study. Annls. zool. 52, 235-247.
• Halkiewicz A., 2005. Subfossil remains of Chironomidae from two shallow lakes representing extreme alternative states. Studia Quaternaria, 22, 45-49.
• Hoback W. W., Stanley D. W., 2001. Mini review. Insects in hypoxia. J. Insect Physiol. 47, 533-542.
• Kajak Z., 1997. Chironomus plumosus - what regulates its abundance in a shallow reservoir. Hydrobiologia 342/343, 133-142.
• Kloss M., 2005. Identification of subfossil plant communities and palaeohydrological changes in raised mire development. Monogr. Bot. 94, 81-116.
• Konstantinov A. S., 1958. Biologija chironomid i ich razwedene. Trudy Saratov. Otd. Kasp. Fil. 5, 1-363.
• Kornijów R., Strayer D. L., Caraco N. F., 2010. Macroinvertebrate communities of hypoxic habitats created by an invasive plant (Trapa natans) in the freshwater tidal Hudson River. Fundam. Appl. Limnol., Arch. Hydrobiol. 176, 199-207.
• Kubovčik V., Beták M., 2004. Ninety years of environmental changes in Lake Vyšné Temnosmrečkinské Pleso (The High Tatra Mountains, Slovakia) inferred from chironomid records (Diptera, Chironomidae). Acta Fac. Ecol. 12 (Suppl. 1), 85-92.
• Lencioni V., 2004. Survival strategies of freshwater insects in cold environments. J. Limnol. 63 (Suppl. 1), 45-55.
• Lighton J. R. B., 1998. Notes from underground: towards ultimate hypotheses for cyclic, discontinuous gas-exchange in tracheate artropords. Am. Zool. 38, 483-491.
• Lindegaard C., 1989. A review of secondary production of zoobenthos in freshwater ecosystems with special reference to Chironomidae (Diptera). Acta Biol. Debr. Oecol. Hung. 3, 231-240.
• Loudon C., 1988. Development of Tenebrio molitor in low oxygen level. J. Insect Physiol. 34, 97-105.
• Loudon C., 1989. Tracheal hypertrophy in mealworms: design and plasticity in oxygen supply system. J. Exp. Biol. 147, 217-235.
• Osmulski P., Leyko W., 1986. Structure, function and physiological role of Chironomus hemoglobin. Comp. Biochem. Physiol. 85B, 701-722.
• Paim U., Beckel W. L., 1964. Effects of environmental gases on the motility and survival of larvae and pupae of Orthosoma brunnem (Forster) (Col. Cerambycidae). Can. J. Zool. 42, 59-69.
• Park S.-Y., Choi J., 2009. Genotoxic effects of nonylphenol and bisphenol a exposure in aquatic biomonitoring species: freshwater crustacean, Daphnia magna, and aquatic midge, Chironomus riparius. Bull. Environ. Contam. Toxicol. 83, 463-468.
• Penttinen O. P., Holopainen I. J., 1995. Physiological energetics of a midge, Chironomus riparius Meigen (Insecta, Diptera): normoxic heat output over the whole life cycle and response of larva to hypoxia and anoxia. Oecologia 103, 419-424.
• Płóciennik M., 2010. Non-biting midges (Diptera, Nematocera) succesion in Żabieniec bog and palaeo-lake through the late Weichselian and Holocene. Rozprawa doktorska, Biblioteka UŁ.
• Porinchu D. F., MacDonald G. M., 2003. The use and application of freshwater midges (Chironomidae: Insecta: Diptera) in geographical research. Progr. Phys. Geogr. 27, 378-422.
• Redecker B., Zebe E., 1988. Anaerobic mechanisms in aquatic insect larvae: studies on Chironomus thummi and Culex pipiens. J. Comp. Physiol. B 158, 307-315.
• Rossaro B., 1991. Chironomids and water temperature. Aquatic Insects 13, 87-98.
• Schmidt-Nielsen K., 2008. Fizjologia zwierząt. Adaptacja do środowiska. PWN, Warszawa.
• Scholz F., Zerbst-Borofka I., 1998. Environmental hypoxia affects osmotic and ionic regulation in freshwater midge-larvae. J. Insect Physiol. 44, 427-436.
• Ślusarczyk M., 1998. Diapauza jako strategia przetrwania. Wiad. ekol. 44, 279-303.
• Söderström O. E. L., Brandl D. G., Mackey B., 1990. Responses of codling moth (Lepidoptera: Tortricidae) life stages to high carbon dioxide or low oxygen atmospheres. J Econ. Entomol. 83, 472-475.
• Soszyńska A., 2004. The influence of environmental factors on the supranivean activity of flies (Diptera) in Central Poland. Eur. J. Entomol. 101, 481-489.
• Soszyńska A., 2005. Naśnieżne muchówki (Diptera) i wojsiłki (Mecoptera) Wzniesień Łódzkich. Rozprawa doktorska, Biblioteka UŁ.
• Thienemann A., 1954. Chironomus. Leben, Verbreitung und wirtschaftliche Bedeutung der Chironomiden. Binnengewässer 20, 1-834.
• Tokeshi M., 1995. Production ecology. [W:] The Chironomidae. The biology and ecology of non-biting midges. Armitage P. D., Cranston P. S., Pinder L. C. V. (red.). Chapman & Hall, London 269-296.
• Topp W., Ring R. A., 1988. Adaptations of Coleoptera to the marine environment. II. Observations on rove beetles (Staphylinidae) from rocky shores. Can. J. Zool. 66, 2469-2474.
• Zebe E., 1991. Arthropods. [W:] Bryant C. (red.) Metazoan life without oxygen. Chapman and Hall, London, 218-237.