PL EN


Preferences help
enabled [disable] Abstract
Number of results
Journal
2011 | 60 | 3-4 | 357-372
Article title

Obłaskawione wirusy w służbie nauki i medycyny

Content
Title variants
EN
Tamed viruses serve science and medicine
Languages of publication
PL EN
Abstracts
PL
Wirusy są, w powszechnym rozumieniu, chorobotwórczymi czynnikami, zbliżonymi do bakterii. W różnym stopniu szkodliwe dla zdrowia człowieka, zarażają go, aby - nie mając zdolności do samodzielnego rozmnażania się - wykorzystać komórki gospodarza do rozplemu. Traktują więc obcy organizm jak swoistą wylęgarnię. Mali i groźni najeźdźcy. Ale dla naukowców, którzy poszukują skutecznych metod terapeutycznych, wirusy to znakomite nośniki i dostarczyciele genów, które w toku ewolucji nabyły zdolność wydajnego przenoszenia własnego materiału genetycznego do obcych komórek. By móc je wykorzystywać bez ryzyka, trzeba je obłaskawić. W laboratoriach pozbawia się je zdolności do namnażania się lub modyfikuje tak, by zachowały zdolność atakowania i niszczenia komórek nowotworowych, nie uszkadzając komórek zdrowych. Tak zmienione cząstki wirusów, przenoszące pożądane geny, nazwano wektorami wirusowymi. Użytecznymi wektorami mogą być tylko te wirusy, które tolerują w swoim materiale genetycznym wprowadzone, obce geny, i które cechuje duża wydajność infekcji. Tylko niektóre typy wirusów spełniają te warunki. Są między nimi retrowirusy, adenowirusy i parwowirusy "stowarzyszone" z adenowirusami; tzw. dependowirusy (ang. adeno-associated virus, AAV). Te ostatnie zasługują na szczególną uwagę, gdyż bez wsparcia towarzyszącego im adenowirusa nie potrafią się namnażać i są nieszkodliwe dla człowieka. To właśnie ich obłaskawione formy okazały się obiecującym narzędziem w próbach leczenia chorób zwyrodnieniowych układu nerwowego. To narzędzie próbuje się wykorzystywać również do ochrony komórek nerwowych i poprawy ich funkcji po uszkodzeniach. Artykuł wprowadza czytelnika w świat wektorów wirusowych, opisuje sposoby ich konstruowania i użycia w doświadczalnych terapiach zaburzeń, wywołanych uszkodzeniami mózgu i rdzenia kręgowego. Przytoczono najnowsze dane na temat skuteczności i perspektyw prób klinicznych terapii genowych oraz użycia tych nośników w optogenetyce.
EN
Viruses may be used in science and medicine as efficient carriers and gene suppliers to various organs and tissues. They developed the ability to invade alien cells for self propagation with the use of the genome of the host. To use them with no risk, the scientists have to tame them. That is achieved by removal of the majority of their genes, including the genes responsible for replication. The modified viral particles are subjected to genetic modification of the viral capsid aimed to increase its infectivity and to target a virus to the specific cell. After introduction of the therapy-targeted genes they become viral vectors. Not all viruses can be used as vectors; among those which are safe for humans and cause a long-term transduction are adeno-associated viruses AAV, promising for human somatic gene therapy. Till now, experimental therapies carried out with AAV-based vectors have shown improvement of function following brain and spinal cord injuries in rats. Such vectors are currently used in clinical trials of Parkinson and Alzheimer diseases. In basic science, AAV vectors have been recently used to transduce neurons with opsins, receptor channel proteins sensitive to light and able to convert a photon light into an electrochemical signal. They become a promising tool in optogenetics, an emerging field in neuroscience which allows to investigate changes in function of neuronal circuits after light-induced or inhibited activity of a single cell.
Keywords
Journal
Year
Volume
60
Issue
3-4
Pages
357-372
Physical description
Dates
published
2011
Contributors
  • Instytut Biologii Doświadczalnej im. M. Nenckiego PAN, Pasteura 3, 02-093 Warszawa, Polska
  • Instytut Biologii Doświadczalnej im. M. Nenckiego PAN, Pasteura 3, 02-093 Warszawa, Polska
  • Instytut Biologii Doświadczalnej im. M. Nenckiego PAN, Pasteura 3, 02-093 Warszawa, Polska
References
  • Berns K. I., 1990. Parvovirus replication. Microbiol. Rev. 54, 316-329.
  • Burger C., Gorbatyuk O. S., Velardo M. J., Peden C. S., Williams P., Zolotukhin S., Reier P. J., Mandel R. J., Muzyczka N., 2004. Recombinant AAV viral vectors pseudotyped with viral capsids from serotypes 1, 2, and 5 display differential efficiency and cell tropism after delivery to different regions of the central nervous system. Mol. Ther. 10, 302-317.
  • Büning H., Perablo L., Coutelle O., Quadt-Humme S., Hallek M., 2008. Recent developments in adeno-associated virus vector technology. J. Gene Med. 10, 717-733.
  • Christine C. W., Starr P. A., Larson P. S., Eeberling J. L., Jagust W. J., Hawkins R. A., Vanbrocklin H. F., Wright J. F., Bankiewicz K. S., Aminoff M. J., 2009. Safety and tolerability of putaminal AADC gene therapy for Parkinson disease. Neurology 73, 1662-1669.
  • Deisseroth K., 2011. Optogenetics. Nat. Methods. 8, 26-29.
  • Działo J., Deptuła W., 2010. Systematyka wirusów kręgowców - aktualne dane. Kosmos 59, 435-449.
  • Ferrari F. K., Samulski T., Shenk T., Samulski R. J., 1996. Second-strand synthesis is a rate-limiting step for efficient transduction by recombinant adeno-associated virus vectors. J. Virol. 70, 3227-3234.
  • Foust K. D., Poirier A., Pacak C. A., Mandel R. J., Flotte T. R., 2008. Neonatal intraperitoneal or intravenous injections of recombinant adeno-associated virus type 8 transduce dorsal root ganglia and lower motor neurons. Human Gene Ther. 19, 61-70.
  • Graham F. L., Smiley J., Russell W. C., Nairn R., 1977. Characteristics of a human cell line transformed by DNA from human adenovirus type 5. J. Gen. Virol. 36, 59-74.
  • Grimm D., Kern A., Rittner K., Kleinschmidt J. A., 1998. Novel tools for production and purification of recombinant adenoassociated virus vectors. Human Gene Ther. 9, 2745-2760.
  • Hermonat P. L., Muzyczka N., 1984. Use of adeno-associated virus as a mammalian DNA cloning vector: transduction of neomycin resistance into mammalian tissue culture cells. PNAS 81, 6466-6470.
  • Hester M. E., Foust K. D., Kaspar R. W., Kaspar B. K., 2009. AAV as a gene transfer vector for the treatment of neurological disorders: novel treatment thoughts for ALS. Curr. Gene Ther. 9, 428-433.
  • Hollis E. R., 2nd, Jamshidi P., Lorenza A. O., Lee J. K., Gray S. J., Samulski R. J., Zheng B., Tuszyński M. H., 2010. Transient demyelination increases the efficiency of retrograde AAV transduction. Mol. Ther. 18, 1496-1500.
  • Jaźwa A., Rutkowski A., Gołda S., Rehhahn R., Józkowicz A., Dulak J., 2007. Optymalizacja otrzymywania wektorów AAV. Biotechnologia 3, 141-156.
  • Kelkar S., De B. P., Gao G., Wilson J.M., Crystal R. G., Leopold P. L., 2006. A common mechanism for cytoplasmic dynein-dependent microtubule binding shared among adeno-associated virus and adenovirus serotypes. J. Virol. 80, 7781-7785.
  • Kells A. P., Henry R. A., Connor B., 2008. AAV-BDNF mediated attenuation of quinolinic acid-induced neuropathology and motor function impairment. Gene Ther. 15, 966-977.
  • Kügler S., Lingor P., Scholl U., Zolotukhin S., Bahr M., 2003. Differential transgene expression in brain cells in vivo and in vitro from AAV-2 vectors with small transcriptional control units. Virology 311, 89-95.
  • Lachenal G., Pernet-Gallay K., Chivet M., Hemming F. J., Belly A., Bodon G., Blot B., Haase G., Goldberg Y., Sadoul R., 2011. Release of exosomes from differentiated neurons and its regulation by synaptic glutamatergic activity. Mol. Cell. Neurosci. 46, 409-418.
  • Lewitt P. A., Rezai A. R., Leehey M. A., Ojemann S. G., Flaherty A. W., Eskander E. N., Kostyk S. K., Thomas K., Sarkar A., Siddiqui M. S., Tatter S. B., Schwalb J. M., Poston K. L., Henderson J. M., Kurlan R. M., Richard I. H., Van Meter L., Sapan C. V., During M. J., Kaplitt M. G., Feigin A., 2011. AAV2-GAD gene therapy for advanced Parkinson's disease: a double-blind, sham-surgery controlled, randomised trial. Lancet Neurol. 10, 309-319.
  • Liu W., Liu Z., Liu L., Xiao Z., Cao X., Cao Z., Xue L., Miao L., He X., Li W., 2008. A novel human foamy virus mediated gene transfer of GAD67 reduces neuropathic pain following spinal cord injury. Neurosci. Lett. 432, 13-18.
  • Lux K., Goerlitz N., Schlemminger S., Perabo L., Goldnau D., Endell J., Leike K., Kofler D. M., Finke S., Hallek M., Buning H., 2005. Green fluorescent protein-tagged adeno-associated virus particles allow the study of cytosolic and nuclear trafficking. J Virol. 79, 11776-11787.
  • Mandel R. J., Burger C., 2004. Clinical trials in neurological disorders using AAV vectors: promises and challenges. Curr Opin Mol. Ther. 6, 482-490.
  • Mani B., Baltzer C., Valle N., Almendral J. M., Kempf C., Ros C., 2006. Low pH-dependent endosomal processing of the incoming parvovirus minute virus of mice virion leads to externalization of the VP1 N-terminal sequence (N-VP1), N-VP2 cleavage, and uncoating of the full-length genome. J. Virol. 80, 1015-1024.
  • Markakis E. A., Vives K. P., Bober J., Leichtle S., Leranth C., Beecham J., Elsworth J. D., Roth R. H., Samulski R. J., Redmond D. E. Jr., 2010. Comparative transduction efficiency of AAV vector serotypes 1-6 in the substantia nigra and striatum of the primate brain. Mol. Ther. 18, 588-593.
  • Marks W. J. Jr., Bartus R. T., Siffert J., Davis C. S., Lozano A., Boulis N., Vitek J., Stacy M., Turner D., Verhagen L., Bakay R., Watts R., Guthrie B., Jankovic J., Simpson R., Tagliati M., Alterman R., Stern M., Baltuch G., Starr P. A., Larson P. S., Ostrem J. L., Nutt J., Kieburtz K., Kordower J. H., Olanow C. W., 2010. Gene delivery of AAV2-neurturin for Parkinson's disease: a double-blind, randomised, controlled trial. Lancet Neurol. 9, 1164-1172.
  • McCown T. J., 2005. Adeno-associated virus (AAV) vectors in the CNS. Curr. Gene Ther. 5, 333-338.
  • McFarland N.R., Lee J.S., Hyman B.T., McLean P.J., 2009. Comparison of transduction efficiency of recombinant AAV serotypes 1, 2, 5, and 8 in the rat nigrostriatal system. J. Neurochem. 109, 838-845.
  • Noe F., Nissinen J., Pitkanen A., Gobbi M., Sperk G., During M., Vezzani A., 2007. Gene therapy in epilepsy: the focus on NPY. Peptides 28, 377-383.
  • Padron E., Bowman V., Kaludov N., Govindasamy L., Levy H., Nick P., Mckenna R., Muzyczka N., Chiorini J. A., Baker T. S., Agbandje-Mckenna M., 2005. Structure of adeno-associated virus type 4. J. Virol. 79, 5047-5058.
  • Samulski R.J., Srivastava A., Berns K.I., Muzyczka N., 1983. Rescue of adeno-associated virus from recombinant plasmids: gene correction within the terminal repeats of AAV. Cell 33, 135-143.
  • Shevtsova Z., Malik J. M., Michel U., Bahr M., Kügler S., 2005. Promoters and serotypes: targeting of adeno-associated virus vectors for gene transfer in the rat central nervous system in vitro and in vivo. Exp. Physiol. 90, 53-59.
  • Smalheiser N. R., 2007. Exosomal transfer of proteins and RNAs at synapses in the nervous system. Biol. Direct. 2, 35.
  • Sonntag F., Bleker S., Leuchs B., Fischer R., Kleinschmidt J. A., 2006. Adeno-associated virus type 2 capsids with externalized VP1/VP2 trafficking domains are generated prior to passage through the cytoplasm and are maintained until uncoating occurs in the nucleus. J. Virol. 80, 11040-11054.
  • Sonntag F., Schmidt K., Kleinschmidt J. A., 2010. A viral assembly factor promotes AAV2 capsid formation in the nucleolus. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 107, 10220-10225.
  • Sonntag F., Kother K., Schmidt K., Weghofer M., Raupp C., Nieto K., Kuck A., Gerlach B., Bottcher B., Muller O. J., Lux K., Horer M., Kleinschmidt J. A., 2011. The assembly-activating protein promotes capsid assembly of different adeno-associated virus serotypes. J Virol. 85, 12686-12697.
  • Terzi D., Zachariou V., 2008. Adeno-associated virus-mediated gene delivery approaches for the treatment of CNS disorders. Biotechnol. J. 3, 1555-1563.
  • Tuszyński M. H., Thal L., Pay M., Salmon D. P., U H. S., Bakay R., Patel P., Blesch A., Vahlsing H. L., Ho G., Tong G., Potkin S. G., Fallon J., Hansen L., Mufson E. J., Kordower J. H., Gall C., Conner J., 2005. A phase 1 clinical trial of nerve growth factor gene therapy for Alzheimer disease. Nat. Med. 11,551-555.
  • Van der Perren A., Toelen J., Carlon M., Van den Haute C., Coun F., Heeman B., Reumers V., Vandenberghe L. H., Wilson J. M., Debyser Z., Baekelandt V., 2011. Efficient and stable transduction of dopaminergic neurons in rat substantia nigra by rAAV 2/1, 2/2, 2/5, 2/6.2, 2/7, 2/8 and 2/9. Gene Ther. 18, 517-527.
  • Warrington K. H. Jr., Herzog R. W., 2006. Treatment of human disease by adeno-associated viral gene transfer. Hum. Genet. 119, 571-603.
  • Wu Z., Asokan A., Samulski R. J., 2006. Adeno-associated virus serotypes: vector toolkit for human gene therapy. Mol. Ther. 14, 316-327.
  • Xiao X., Li J., Samulski R. J., 1998. Production of high-titer recombinant adeno-associated virus vectors in the absence of helper adenovirus. J. Virol. 72, 2224-2232.
  • Xie Q., Bu W., Bhatia S., Hare J., Somasundaram T., Azzi A., Chapman M. S., 2002. The atomic structure of adeno-associated virus (AAV-2), a vector for human gene therapy. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 16, 10405-10410.
  • Xie J., Xie Q., Zhang H., Ameres S. L., Hung J. H., Su Q., He R., Mu X., Seher Ahmed S., Park S., Kato H., Li C., Mueller C., Mello C. C., Weng Z., Flotte T. R., Zamore P. D., Gao G., 2011. MicroRNA-regulated, systemically delivered rAAV9: a step closer to CNS-restricted transgene expression. Mol. Ther. 19, 526-535.
  • Yang G. S., Schmidt M., Yan Z., Lindbloom J. D., Harding T. C., Donahue B. A., Engelhardt J. F., Kotin R., Davidson B. L., 2002. Virus-mediated transduction of murine retina with adeno-associated virus: effects of viral capsid and genome size. J. Virol. 76, 7651-7660.
  • Zhu P., Aller M. I., Baron U., Cambridge S., Bausen M., Herb J., Sawinski J., Cetin A., Osten P., Nelson M. L., Kügler S., Seeburg P. H., Sprengel R., Hasan M. T., 2007. Silencing and un-silencing of tetracycline-controlled genes in neurons. PLoS One 2, e533.
  • Zolotukhin S., Byrne B. J., Mason E., Zolotukhin I., Potter M., Chesnut K., Summerford C., Samulski R. J., Muzyczka N., 1999. Recombinant adeno-associated virus purification using novel methods improves infectious titer and yield. Gene Ther. 6, 973-985.
Document Type
Publication order reference
Identifiers
YADDA identifier
bwmeta1.element.bwnjournal-article-ksv60p357kz
JavaScript is turned off in your web browser. Turn it on to take full advantage of this site, then refresh the page.